左氧氟沙星/壳聚糖冷冻凝胶的止血-抗菌双功能协同研究

邓明慧 ,  邓宇超 ,  汪伟

现代化工 ›› 2026, Vol. 46 ›› Issue (1) : 95 -100.

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现代化工 ›› 2026, Vol. 46 ›› Issue (1) : 95-100. DOI: 10.16606/j.cnki.issn0253-4320.2026.01.018
科研与开发

左氧氟沙星/壳聚糖冷冻凝胶的止血-抗菌双功能协同研究

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Dual-functional synergy of hemostasis and antibacterial activity in levofloxacin/chitosan cryogel

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摘要

针对创伤修复材料中止血与抗菌性能割裂的难题,通过构建载药壳聚糖冷冻凝胶体系,实现了止血与抗菌功能的协同增效。该材料基于三维互连大孔网络,兼具超高吸液率(>5 800%)与表面氨基质子化特性,通过毛细效应快速浓缩血液成分并介导红细胞聚集,使凝血时间较传统纱布止血缩短70%以上。同时,左氧氟沙星(LEV)的双相释药模式(0~40 min释放88.6%的药物)在创面形成动态抗菌屏障:初期快速释放实现40 min内99%病原菌清除率,后期缓释维持24 h抑菌圈直径>43 mm,壳聚糖的静电破膜作用与LEV的DNA旋转酶抑制机制协同增强抗菌效力。材料血液相容性优异(溶血率<0.3%),其“物理止血-化学抑菌”协同策略为急性创伤救治提供了兼具快速响应与高效防护的多功能解决方案。

Abstract

To address the critical challenge of disconnection between hemostatic and antibacterial functions in trauma repair materials,this study developed a drug-loaded chitosan cryogel system that achieves synergistic enhancement of hemostasis and antimicrobial efficacy.The material features a three-dimensional interconnected macroporous network,combining ultra-high liquid absorption capacity (>5800%) with surface amino protonation.This structure facilitates rapid blood component concentration via capillary effects and mediates erythrocyte aggregation through electrostatic interactions,thereby reducing coagulation time by over 70% compared to traditional gauze.Simultaneously,levofloxacin (LEV) exhibits biphasic drug release kinetics,releasing 88.6% of the drug within 0-40 minutes,establishing a dynamic antibacterial barrier at wound sites.The initial rapid release achieves greater than 99% pathogen elimination within 40 minutes,while the sustained release phase maintains inhibition zones exceeding 43 mm for up to 24 hours.Chitosan’s electrostatic membrane disruption synergizes with LEV’s DNA gyrase inhibition mechanism to amplify antimicrobial potency.With excellent hemocompatibility,as evidenced by a hemolysis rate below 0.3%,this integrated “physical hemostasis-chemical antibacterial” strategy provides a multifunctional solution for acute trauma management,characterized by rapid responsiveness and sustained antimicrobial protection.

Graphical abstract

关键词

壳聚糖 / 抗菌 / 止血 / 冷冻凝胶 / 左氧氟沙星

Key words

chitosan / antibacterial / hemostasis / cryogel / levofloxacin

Author summay

邓明慧(1999-),女,硕士,研究方向为功能材料,

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邓明慧,邓宇超,汪伟. 左氧氟沙星/壳聚糖冷冻凝胶的止血-抗菌双功能协同研究[J]. , 2026, 46(1): 95-100 DOI:10.16606/j.cnki.issn0253-4320.2026.01.018

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创伤救治中,止血与感染控制是决定患者预后的核心环节[1-4]。据统计,约30%的创伤早期死亡由失血过量引发,而继发性感染则是导致术后5日内死亡的主要诱因[5]。病原微生物侵袭不仅加剧局部炎症反应,还可能诱发脓毒症或多器官功能障碍,显著增加临床风险[6-9]。凝血过程作为先天免疫的重要环节,不仅通过封闭创面实现止血,更形成生物屏障阻断微生物入侵,并为组织修复提供微环境支持[10]
壳聚糖因分子链中丰富的氨基基团,在止血材料领域展现独特优势:一方面通过静电作用促进红细胞聚集,加速血栓形成[11];另一方面通过质子化氨基破坏细菌细胞膜完整性,抑制微生物增殖[12-14],是构建双功能材料的理想基体。然而,单一壳聚糖体系对耐药菌或高浓度菌群抑制效果有限,且传统载药技术存在药物负载效率低、释放不可控等缺陷,导致抗菌时效与效力难以满足急性创伤需求[15-17]
现有研究显示,基于离子凝胶法的载药体系因结构致密导致抗生素释放率不足12%,而复合纤维材料虽提升抗菌性能却受限于吸液率低(<8.7 g/g)及凝血效能不足[18-19]。开发兼具快速止血与高效抗菌功能的多功能材料对提高生存率至关重要,然而传统壳聚糖基止血材料难以协同解决这2大临床挑战[20]。冷冻凝胶技术通过冰晶模板效应构建的三维互连大孔网络,为解决上述矛盾提供新路径——贯通孔道不仅能通过毛细效应快速吸收创面渗出液实现物理止血,还可为药物负载提供空间位点,并通过孔径限制效应调控释放动力学[21-22]
本研究将左氧氟沙星(LEV)引入壳聚糖冷冻凝胶体系。通过优化冷冻干燥工艺调控孔道连通性,结合壳聚糖氨基质子化特性与LEV的DNA旋转酶抑制机制[23],实现止血-抗菌双功能协同。系统研究材料的三维形貌、载药特性、凝血效能及抑菌行为,重点揭示:①贯通孔道结构对药物负载效率及释放动力学的关键作用;②超高吸液能力与表面电荷的协同止血机制;③壳聚糖固有抗菌作用与LEV靶向杀菌的增效原理。该研究为开发兼具快速响应、长效抑菌与生物安全的创伤修复材料提供理论支撑。

1 实验部分

1.1 试剂与仪器

壳聚糖(Chitosan,脱乙酰度90%),环氧氯丙烷(Epichlorohydrin,ECH),冰醋酸,上海麦克林生化科技股份有限公司;无水乙醇,氢氧化钠(NaOH),成都市科隆化学品有限公司;氯化钙(CaCl2),左氧氟沙星(Levofloxacin),上海阿拉丁生化科技股份有限公司;磷酸盐缓冲溶液(PBS),赛默飞世尔科技公司;去离子水(电阻率>18.2 MΩ),Millipore Elix-10纯水系统;脱脂纱布,海式海诺倍适威医疗用品(青岛)有限公司。
高剪切分散均质机(B25),上海贝而特流体设备有限公司;原位冷冻干燥机(SCIENTZ-10YG/A),宁波新芝冻干设备股份有限公司;台式扫描电子显微镜(Phenom G2 Pro),复纳科学仪器(上海)有限公司;酶标仪(800TS),美国Bio Tek公司;紫外分光光度计(UV-1800),日本岛津公司;恒温恒湿箱(BPS-100CL),上海一恒科学仪器有限公司;恒温振荡器(IS-RDD3),苏州捷美电子有限公司;Millipore Elix-10纯水系统,Millipore公司。

1.2 壳聚糖冷冻凝胶及其载药体系的制备

本研究基于文献[24]方法制备壳聚糖冷冻凝胶。具体步骤如下:将0.1 g壳聚糖溶于10 mL 0.2 mol/L乙酸溶液,磁力搅拌至完全溶解。随后滴加1 mol/L的氢氧化钠溶液调节pH至12,同时以8 000 r/min高速剪切均质5 min形成稳定溶胶。加入32 μL ECH交联剂后真空脱气30 min,注入模具并于-20℃冷冻交联24 h。取出解冻后以去离子水洗涤至中性,经48 h冷冻干燥制得空白壳聚糖冷冻凝胶(KLN1)。
将KLN1浸渍于2.5 mg/mL的左氧氟沙星(LEV)溶液2 h,同法冻干后制备得载药壳聚糖冷冻凝胶(KLL2.5)。通过质量差量法计算载药量:
$\mathrm{载}\mathrm{药}\mathrm{量}\left(\mathrm{\%}\right)=\left[\right({m}_{1}-{m}_{0})/{m}_{0}]\times 100\mathrm{\%}$
式中,m0m1分别为载药前后壳聚糖冷冻凝胶的质量。

1.3 壳聚糖冷冻凝胶的表征

1.3.1 形貌表征

利用光学相机和扫描电子显微镜观察KLN1和KLL2.5的表面形貌及微观结构。孔隙率的测定采用液体置换法:将冷冻凝胶裁剪为直径10 mm、高 5 mm的圆柱形样品(若无特殊说明,后续实验均保持此尺寸),浸入无水乙醇中15 min,以确保无水乙醇充分填充样品孔隙。15 min后取出样品,迅速测量其质量。根据以下公式计算孔隙率:
$\mathrm{孔}\mathrm{隙}\mathrm{率}\left(\mathrm{\%}\right)=\left[\right({m}_{1}-{m}_{0})/\rho V]\times 100\mathrm{\%}$
式中,m0m1分别为样品浸入无水乙醇前后的质量;ρ为无水乙醇的密度;V为样品的体积。

1.3.2 吸液率表征

采用比重法表征冷冻凝胶的吸液能力。将冷冻凝胶切割成5 mm×5 mm×2 mm的尺寸,称量干燥质量(md)。用洁净镊子夹取样品浸入水中,持续浸泡1 min。取出样品后垂直悬挂于空气中30 s,待表面游离液滴自然沥尽,迅速称量其湿态重量(mw)。根据以下公式计算吸液率:
$\mathrm{吸}\mathrm{液}\mathrm{率}\left(\mathrm{\%}\right)=\left[\right({m}_{\mathrm{w}}-{m}_{\mathrm{d}})/{m}_{\mathrm{d}}]\times 100\mathrm{\%}$

1.3.3 体外凝血实验

将冷冻凝胶切割成5 mm×5 mm×2 mm的尺寸,纱布切割成5 mm×5 mm,置于培养皿中备用。将新鲜兔全血于37℃水浴锅预热后,按体积比100∶8将兔全血与0.2 mol/L CaCl2溶液混合,涡旋震荡10 s完成复钙处理。取15 μL复钙全血立即滴加至材料表面并开始计时,分别于20、30、40、50、60 s时加入3 mL去离子水终止凝血过程。将体系置于37℃的恒温震荡器中震荡1 min,取上清液测定其在540 nm处的吸光度(ODs)。以未加材料的等量全血处理作为对照组,同步测定吸光度(ODc)。根据以下公式计算体外凝血指数(BCI):
$\mathrm{体}\mathrm{外}\mathrm{凝}\mathrm{血}\mathrm{指}\mathrm{数}\left(\mathrm{\%}\right)=(O{D}_{\mathrm{s}}/O{D}_{\mathrm{c}})\times 100\mathrm{\%}$

1.3.4 溶血率实验

将冷冻凝胶切割成5 mm×5 mm×2 mm的尺寸,置于1.5 mL离心管底部,依次加入1 mL PBS及 40 μL新鲜兔全血。将离心管置于37℃恒温恒湿箱中静置孵育1 h,随后以2 000 r/min离心15 min,取上清液测定其在540 nm处的吸光度。设置去离子水和PBS分别作为阳性对照组和阴性对照组,同法测定吸光度。溶血率按以下公式计算:
$\mathrm{溶}\mathrm{血}\mathrm{率}\left(\mathrm{\%}\right)=\left[\right(O{D}_{\mathrm{s}}-O{D}_{\mathrm{n}})/(O{D}_{\mathrm{p}}-O{D}_{\mathrm{n}}\left)\right]\times 100\mathrm{\%}$
式中,ODsODpODn分别为样品组、阳性对照组和阴性对照组的吸光度。

1.3.5 药物释放表征

通过配制浓度分别为17.5、15.0、12.5、10.0、7.5、5.0、2.5 μg/mL的LEV标准溶液,测定其在287 nm的吸光度并建立标准曲线。将KLL2.5样品置于含7 mL PBS的离心管中,于37℃的恒温振荡器(80 r/min)中进行药物释放实验。分别在释药后5、10、20、40、60、90、150 min时取出1 mL释放介质测定吸光度,并补充等量新鲜PBS以维持体系体积恒定。根据标准曲线计算各时间点LEV的浓度,按公式(6)计算累积释药率:
$\mathrm{累}\mathrm{积}\mathrm{释}\mathrm{药}\mathrm{率}\left(\mathrm{\%}\right)=\left[\right({V}_{0}\times {C}_{t}+\mathrm{V}\times \stackrel{t-1}{\sum _{i=1}}{C}_{i})/(m\times DL\left)\right]\times 100\mathrm{\%}$
式中,V0为PBS的总体积;Ctt时刻的药物浓度;V为每次取样体积;Ci为第i次取样时的药物浓度;m为KLL2.5样品的质量;DL为KLL2.5的载药量。

1.3.6 抗菌能力表征

抑菌圈实验:将经PBS预饱和处理的KLN1和KLL2.5样品紫外灭菌1 h后,置于接种了100 μL高浓度菌液(大肠杆菌/金黄色葡萄球:1×108 CFU/mL)的琼脂平板中心,37℃培养箱培养24 h后测定抑菌圈直径。
抗菌率实验:将预处理后的样品与300 μL菌液(1×106 CFU/mL)共培养40 min(37℃),经103倍梯度稀释后取100 μL涂布于琼脂平板,37℃倒置培养 24 h后通过ImageJ软件分析菌落数,根据以下公式计算抗菌率:
$\begin{array}{c}抗菌率\left(\%\right)=\left[\right({N}_{\mathrm{b}}-{N}_{\mathrm{s}})/{N}_{\mathrm{b}}]\times 100\%\end{array}$
式中,Nb为空白组菌落数;Ns为样品菌落数。

2 结果与讨论

2.1 KLL2.5的形貌分析

本研究综合运用光学成像、扫描电子显微镜分析和孔隙率测定等手段,系统表征了壳聚糖冷冻凝胶及其载药体系的结构特性。如图1所示,空白壳聚糖冷冻凝胶KLN1呈现典型的纯白色外观,载入LEV后,KLL2.5转变为均一的黄色,直观证实了药物的成功负载。宏观观察显示,载药前后的样品均维持三维多孔海绵状结构,未出现结构塌陷或形变,表明载药过程未破坏材料本体结构。
扫描电子显微镜(SEM)分析(图2)表明,KLN1和KLL2.5均具有贯通的大孔网络结构。载药后,LEV颗粒被有效吸附于孔壁表面,载药量达(13.18±0.80)%。引入LEV后,冷冻凝胶的孔隙结构未发生显著改变,证明壳聚糖冷冻凝胶具有优异的结构稳定性。
通过液体置换法测得孔隙率(表1),KLN1和KLL2.5分别为(96.19±1.08)%和(92.77±1.15)%,均高于90%。载药后孔隙率下降约3.42%,可能与LEV占据孔隙空间有关,但材料仍保持超高孔隙特性,孔隙结构完整性未受影响。壳聚糖冷冻凝胶的三维互连孔道和高孔隙率特性不仅为药物负载提供理想载体[25],同时通过其表面暴露的氨基基团与表面带负电荷的红细胞发生静电相互作用,进而介导红细胞黏附与聚集,从而促进止血。

2.2 KLL2.5的吸液率

载药壳聚糖冷冻凝胶表现出优异的液体吸收性能(表2),KLN1和KLL2.5的吸液率分别达到(6233.67±70.51)%和(5837.75±83.00)%,相当于可吸收自身重量62.3倍和58.4倍的液体。这种超高吸液能力源于三维大孔网络的毛细效应,能快速吸附创面血液,通过浓缩凝血因子、促进血小板聚集等多重机制协同增强止血效果。

2.3 KLL2.5的体外凝血能力

通过体外凝血动力学实验评估载药壳聚糖冷冻凝胶的凝血性能(图3),动态监测材料与血液接触20~60 s期间BCI的变化规律。实验数据显示,与传统止血纱布(BCI=85%)相比,KLN1和KLL2.5在与血液接触20 s时,BCI值已降低至25%以下,凝血效率提升70%以上。随着作用时间延长至60 s,KLN1和KLL2.5的BCI值进一步下降至12%和13%,而纱布的BCI值仍然维持在50%以上,表明载药冷冻凝胶的凝血性能显著优于传统材料。这种显著的凝血性能优势主要源于材料双重作用机制:①超高吸液率(>5 800%)快速浓缩血液成分,加速凝血级联反应;②表面富集的氨基基团通过静电作用介导红细胞聚集,形成物理栓塞协同促进血栓形成。

2.4 KLL2.5的血液相容性

通过溶血率实验评估载药壳聚糖冷冻凝胶的血液相容性,溶血率越低,表明该材料的血液相容性越佳,对红细胞的损坏也越小。实验结果如表3所示,KLN1和KLL2.5的溶血率均稳定在0.3%以下,显著低于医用材料溶血风险阈值(5%),表明它们具有良好的血液相容性。

2.5 KLL2.5的药物释放能力

通过药物释放动力学分析揭示载药体系的释药特性(图4),KLL2.5的释药过程呈现出两阶段特征。初期0~40 min内发生快速释放,累积释药率达(88.62±0.40)%,展现出显著的突释效应,可在创面快速建立有效的抑菌浓度。40 min后,释药过程进入缓慢释放阶段,实现长效抗菌维持。这种“快速起效且长效维持”的药物释药行为,得益于KLL2.5三维网络结构对药物的差异化结合机制[26]:一方面,吸附在表面的药物能够通过浓度差迅速扩散,实现快速起效;另一方面,骨架包埋药物受孔径限制缓慢释放,从而实现长效维持。

2.6 KLL2.5的抗菌能力

通过抑菌圈与抗菌率实验系统评价载药冷冻凝胶的抗菌性能。针对革兰氏阴性菌(大肠杆菌)和革兰氏阳性菌(金黄色葡萄球菌)的抑菌圈实验显示(图5,表4),KLL2.5组24 h抑菌圈直径分别达到了44.17±0.35 mm和43.16±0.45 mm,较KLN1组(大肠杆菌27.55±0.57 mm;金黄色葡萄球菌24.55±0.21 mm)提升60.3%和75.8%,且抑菌边界清晰。在40 min的短期抗菌实验中(图6,表5),KLL2.5对2种细菌的抗菌率均超过99%,显著高于KLN1组[大肠杆菌(64.15±1.14)%;金黄色葡萄球菌(46.85±2.58%)]。
KLL2.5的抗菌机制主要体现在以下2方面:一是壳聚糖氨基质子化后通过静电吸附作用破坏细菌膜的完整性;二是药物LEV通过靶向抑制DNA旋转酶的活性,并借助双相释药模式(图4)实现速效杀菌和长效抑菌的协同作用。这种抗菌与止血功能相结合的体系既能够显著降低创面感染风险,又可有效控制术后并发症发生率。

3 结论

本研究成功构建了一种基于壳聚糖冷冻凝胶(KLN1)的多功能载药体系(KLL2.5),通过结构-功能一体化设计,实现了止血与抗菌性能的高效融合。该材料凭借三维互连大孔网络,形成了独特的“物理-化学”双效止血机制。其大孔结构产生的毛细效应可快速吸收创面渗出液,而表面暴露的氨基基团通过电荷相互作用介导红细胞聚集,使止血时间较传统纱布缩短70%以上。LEV的双相释药模式与壳聚糖固有抗菌机制共同构建了双重屏障:初期快速释放,可在40 min内清除99%以上病原菌;后续缓释阶段则维持长效抗菌,24 h抑菌圈直径超过43 mm。KLL2.5的超高吸液能力不仅加速止血,还可通过局部药物富集增强抗菌效率;而表面氨基基团在介导红细胞聚集的同时,通过破坏细菌膜完整性放大LEV的DNA旋转酶的抑制作用。这种“止血-抗菌”双功能协同体系显著降低了创面感染风险与并发症发生率,在急诊救治和创伤修复领域展现出广阔的应用潜力。

参考文献

[1]

Hu Y, Wang F, Ye H, et al. MXene-based flexible electronic materials for wound infection detection and treatment[J]. npj Flexible Electronics, 2024, 8(1):1-15.

[2]

Zhang J, Chen Z, Zeng D, et al. Antibacterial and rapidly absorbable hemostatic sponge by aldehyde modification of natural polysaccharide[J]. Communications Materials, 2024, 5(1):1-21.

[3]

Guo B, Liang Y, Dong R. Physical dynamic double-network hydrogels as dressings to facilitate tissue repair[J]. Nature Protocols, 2023, 18(11):3322-3354.

[4]

Yang Y, Suo D, Xu T, et al. Sprayable biomimetic double mask with rapid autophasing and hierarchical programming for scarless wound healing[J]. Science Advances, 2024, 10(33):eado9479.

[5]

Gheorghiţă D, Antoniac I, Moldovan H, et al. Influence of lavender essential oil on the physical and antibacterial properties of chitosan sponge for hemostatic applications[J]. International Journal of Molecular Sciences, 2023, 24(22):16312.

[6]

Su Y, Chen H, Liu Q, et al. Thermoresponsive gels with embedded starch microspheres for optimized antibacterial and hemostatic properties[J]. ACS Applied Materials & Interfaces, 2024, 16(10):12321-12331.

[7]

Komori A, Iriyama H, Kainoh T, et al. The impact of infection complications after trauma differs according to trauma severity[J]. Scientific Reports, 2021, 11(1):13803.

[8]

Ouyang X, Zhao L, Jiang F, et al. Cellulose nanocrystal/calcium alginate-based porous microspheres for rapid hemostasis and wound healing[J]. Carbohydrate Polymers, 2022, 293:119688.

[9]

Ma X Y, Tian L X, Liang H P. Early prevention of trauma-related infection/sepsis[J]. Military Medical Research, 2016, 3(1):33.

[10]

Lauder S N, Allen-Redpath K, Slatter D A, et al. Networks of enzymatically oxidized membrane lipids support calcium-dependent coagulation factor binding to maintain hemostasis[J]. Science Signaling, 2017, 10(507):eaan2787.

[11]

Zhang S, Lei X, Lv Y, et al. Recent advances of chitosan as a hemostatic material:Hemostatic mechanism,material design and prospective application[J]. Carbohydrate Polymers, 2024, 327:121673.

[12]

Qin X, Mukerabigwi J F, Ma M, et al. In situ photo-crosslinking hydrogel with rapid healing,antibacterial,and hemostatic activities[J]. e-Polymers, 2021, 21(1):606-615.

[13]

Ke C L, Deng F S, Chuang C Y, et al. Antimicrobial actions and applications of chitosan[J]. Polymers, 2021, 13(6):904.

[14]

Yan D, Li Y, Liu Y, et al. Antimicrobial properties of chitosan and chitosan derivatives in the treatment of enteric infections[J]. Molecules, 2021, 26(23):7136.

[15]

Wang L, Pang Y, Xin M, et al. Evaluating the antibacterial and antibiofilm activities of chitosan derivatives containing six-membered heterocyclics against E.coli and S.aureus[J]. Colloids and Surfaces B:Biointerfaces, 2024, 242:114084.

[16]

Li J, Zhuang S. Antibacterial activity of chitosan and its derivatives and their interaction mechanism with bacteria:Current state and perspectives[J]. European Polymer Journal, 2020, 138:109984.

[17]

Haider A, Khan S, Iqbal D N, et al. Advances in chitosan-based drug delivery systems:A comprehensive review for therapeutic applications[J]. European Polymer Journal, 2024, 210:112983.

[18]

Sobhani Z, Samani S M, Montaseri H, et al. Nanoparticles of chitosan loaded ciprofloxacin:Fabrication and antimicrobial activity[J]. Advanced Pharmaceutical Bulletin, 2017, 7(3):427-432.

[19]

Wiśniewska-Wrona M, Kucharska M, Struszczyk M H, et al. Hemostatic,resorbable dressing of natural polymers-hemoguard[J]. Autex Research Journal, 2016, 16(1):29-34.

[20]

Wei J, Zhang W, Mou X, et al. Bioinspired hemostatic and anti-infective armor for wound healing assisted by metal-phenol-polyamine system[J]. Advanced Functional Materials, 2024, 34(4):2306267.

[21]

Huang Y, Bai L, Yang Y, et al. Biodegradable gelatin/silver nanoparticle composite cryogel with excellent antibacterial and antibiofilm activity and hemostasis for Pseudomonas aeruginosa-infected burn wound healing[J]. Journal of Colloid and Interface Science, 2022, 608:2278-2289.

[22]

Cao S, Bi Z, Li Q, et al. Shape memory and antibacterial chitosan-based cryogel with hemostasis and skin wound repair[J]. Carbohydrate Polymers, 2023, 305:120545.

[23]

Rusu A, Imre S, Mare A D, et al. Synthesis,characterization and antibacterial activity of a new derivative of Levofloxacin[J]. Journal of the Chilean Chemical Society, 2020, 65(3):4857-4860.

[24]

Qi L, Mu L, Guo X, et al. Fast expandable chitosan-fibers cryogel from ambient drying for noncompressible bleeding control and in situ tissue regeneration[J]. Advanced Functional Materials, 2023, 33(16):2212231.

[25]

奚晓玮, 陈诚, 高闻语, . 定向多孔结构壳聚糖药物载体材料的构建[J]. 功能高分子学报, 2025, 38(2):148-156.

[26]

Xu H, Zhang L, Fang L, et al. “3D channel maze” to control drug release from multiple unit tablets[J]. Journal of Controlled Release, 2025, 378:236-246.

基金资助

国家自然科学基金项目(22278281)

博士后创新人才支持计划项目(BX20230242)

四川大学工科特色团队资助项目(2020SCUNG112)

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