更多内容请点击

LidHCl和TNZ与血清白蛋白之间相互作用的研究

刘里 ,  王开燕

现代化工 ›› 2025, Vol. 45 ›› Issue (6) : 117 -124.

PDF (3064KB)
现代化工 ›› 2025, Vol. 45 ›› Issue (6) : 117-124. DOI: 10.16606/j.cnki.issn0253-4320.2025.06.021
科研与开发

LidHCl和TNZ与血清白蛋白之间相互作用的研究

作者信息 +

Deciphering interactions between serum albumin and tinidazole as well as lidocaine hydrochloride

Author information +
文章历史 +
PDF (3137K)

摘要

通过实验和理论模拟研究了盐酸利多卡因(LidHCl)和替硝唑(TNZ)与牛血清白蛋白(BSA)的相互结合作用。结果显示,在缓冲液(pH=7.40)和不同温度(299、309 K和319 K)条件下,LidHCl和TNZ可显著猝灭蛋白的荧光强度。结果表明,BSA的荧光是由LidHCl和TNZ通过静态猝灭机制发生的。多光谱测量结果显示,LidHCl-TNZ可影响BSA的二级结构,特别是对酪氨酸残基微环境的疏水性影响更大。荧光抑制曲线和分子对接研究显示,LidHCl和TNZ结合在位于Sudlow位点Ⅱ的亚结构ⅢA中。

Abstract

The interactions between bovine serum albumin (BSA) and lidocaine hydrochloride (LidHCl) as well as tinidazole (TNZ) are deciphered with the help of experiments and theoretical simulation.Results demonstrate that the fluorescence intensity of serum albumin is significantly quenched by LidHCl and TNZ in buffer solution (pH=7.40) at different temperature conditions (299,309 K and 319 K).Experimental data show that the fluorescence quenching of serum albumin by LidHCl and TNZ takes place through a static quenching mechanism.UV-Vis measurement results suggest that LidHCl-TNZ can affect the secondary structure of serum albumin,particularly the hydrophobicity of serum albumin in a micro-environment around tyrosine (Tyr) residues.Fluorescence quenching curves and molecular docking studies indicate that LidHCl and TNZ bind each other within subdomain ⅢA located at Sudlow site Ⅱ.

Graphical abstract

关键词

替硝唑 / 光谱法 / 联合用药 / 分子模拟 / 牛血清白蛋白 / 盐酸利多卡因

Key words

tinidazole / spectroscopy / combined therapy by drugs / molecular simulation / bovine serum albumin / lidocaine hydrochloride

引用本文

引用格式 ▾
刘里,王开燕. LidHCl和TNZ与血清白蛋白之间相互作用的研究[J]. 现代化工, 2025, 45(6): 117-124 DOI:10.16606/j.cnki.issn0253-4320.2025.06.021

登录浏览全文

4963

注册一个新账户 忘记密码

蛋白质被认为是药物作用的主要分子靶点,它决定了强效药物的治疗效果,因此,化合物与蛋白质相互作用的研究一直是一个活跃的领域[1]。了解和控制配体-蛋白质结合相互作用可能有助于调节先导分子的药代动力学和药效学。蛋白质与配体相互作用的研究在激素作用、酶-底物识别、信号转导和细胞通讯等生物过程中具有广泛的应用[2]。血清白蛋白是几种蛋白质最丰富的生物血液血浆之一(约占60%),在维持胶体渗透压、血液pH和清除自由基方面起着重要作用,有助于将多种内源性和外源性配体(如脂肪酸、氨基酸、类固醇、药物、金属离子和代谢产物)运输、分布和代谢到靶位点[3-6]。由于其无毒性和免疫原性,是药物输送的理想候选者[7],它可以在典型的结合位点形成非共价复合物。与血清白蛋白的结合会显著影响配体的吸收、分布、代谢和排泄特征,从而影响其活性和毒性水平。此外,当药物与载体蛋白相互作用导致结构变化时,也可能影响血清蛋白的生物功能。因此,研究药物与血清白蛋白的相互作用具有重要的医学意义[8]。牛血清白蛋白(BSA)是一种心形球状蛋白,是血清载体蛋白的理想模型[9]。它与人类血清白蛋白有76%的同源性,包括两个具有固有荧光的色氨酸残基,色氨酸134位于蛋白质表面的Ⅰ域中,而色氨酸212位于ⅡA子域的疏水口袋内[10]。BSA的结构主要是67%的α-螺旋,而剩余的肽链则以没有β-片层的扩展灵活区域形式存在于各子域之间[11]。
在临床上,盐酸利多卡因(LidHCl)是酰胺类局麻药和抗心律失常药,可用于浸润麻醉、硬膜外麻醉、表面麻醉及神经传导阻滞,还可用于急性心肌梗死后室性期前收缩和室性心动过速,以及洋地黄中毒、心胀外科手术及心导管引起的室性心律失常[12]。替硝唑(TNZ)为咪唑类衍生物,属于抗原虫和抗真菌药,适用于治疗厌氧菌的系统与局部感染,如腹腔、妇科、手术创口、皮肤软组织、肺部、胸腔等部位感染,还可用于泌尿系统生殖道毛滴虫病以及口腔感染。其药理作用与甲硝唑(灭滴灵)类似,但疗效更高、疗程更短、副作用少而轻[12]。治疗过程中,LidHCl和TNZ经常先后应用[11-12],再联合用药过程中,两种药物如何同时与血清白蛋白相互作用的研究至关重要,但国内外还未见报道。鉴于此,本文通过多光谱和分子对接方法对TNZ和LidHCl与BSA进行了详细的相互作用分析。

1 实验部分

1.1 仪器与试剂

F-4500型荧光光谱计,日本Hitachi公司生产;T9双光束紫外-可见分光光度计(UV-Vis),北京普析通用仪器有限责任公司生产;数字Systronic高精度pH计(MK-Ⅵ),准确度 >0.01;恒温水浴锅,湖南力辰仪器科技有限公司生产。BSA(冻干粉,98%),上海源叶生物科技有限公司生产;TNZ(97%),上海笛柏生物科技有限公司生产;LidHCl一水合物(≥99%),天津希恩思奥普德科技有限公司生产;三(羟甲基)氨基甲烷(Tris)、NaCl、硫酸镁一水合物、氯化铬(Ⅲ)六水合物、硫酸铜、六水合三氯化铁和氯化钴(Ⅱ)六水合物,纯度均≥99%,上海皓鸿生物医药科技有限公司生产;盐酸(GR,沪试),国药集团化学试剂有限公司生产。双蒸去离子水(millipore)用于实验缓冲液。主要实验在pH为7.4的0.1 mol/L Tris-HCl缓冲液中进行,使用等量的缓冲溶液作为参照。

1.2 实验方法

首先配制了1.0 mol/L NaCl、10 μmol/L的BSA、69.25 mmol/L LidHCl和1.617 6 mmol/L TNZ的储备溶液,并通过适当稀释后用于不同的实验,使其终浓度为0.1 mol/L NaCl、1 μmol/L的BSA、6.925 mmol/L LidHCl和0~0.243 mmol/L TNZ。为研究温度对相互作用的影响,在不同温度条件(293、304 K和308 K)下进行荧光猝灭实验。

1.2.1 荧光测试

荧光分析在配备1 cm石英池的荧光分光光度计上进行。激发和发射狭缝的宽度均设置为 5.0 nm,激发波长设置为280 nm。在300~450 nm的范围内以1 500 nm/min的扫描速率记录发射光谱。同步荧光光谱记录在两个不同的扫描间隔下:$\Delta \lambda=\lambda_{\mathrm{EM}}-\lambda_{\mathrm{EX}}$[10]。所有光谱均在室温下记录。

1.2.2 UV-Vis测试

使用1 cm光程的石英比色皿记录纯BSA(1.0 μmol/L)和添加不同浓度药物分子后的BSA的UV-Vis光谱。室温下在200~500 nm范围内测试。

1.2.3 分子对接

用于对接分析的BSA结构(PDB条目4F5S)从蛋白质数据库(https://www.rcsb.org/structure/4F5S)获得[13-14]。LidHCl和TNZ分子的结构使用GAUSSIAN 09W程序包绘制并最小化能量。AutoDock 1.5.6程序利用拉马克遗传算法(LGA)[15]进行复合对接研究。网格盒在x、y和z轴上分别设置为126、126 Å和126 Å(1 Å=0.1 nm),网格间距为0.4 Å。对于蛋白质的对接准备,去除水分子,添加极性氢和Gasteiger电荷。AutoDock工具用于分配配体中的可旋转键。使用PyMol可视化AutoDock输出结果。

2 结果与讨论

2.1 TNZ和LidHCl与BSA结合研究

多种分子相互作用,例如基态复合物的形成、激发态反应、能量转移、分子重排和碰撞猝灭,都会导致荧光团的荧光强度降低[16],即为荧光猝灭。测量BSA的荧光猝灭是研究药物与BSA相互作用的重要方法。它有助于理解BSA与药物的结合机制,并为关键结合现象提供线索[17]。BSA具有内源性荧光的特性[18],本质上是由于3种内源性荧光团如酪氨酸、色氨酸和苯丙氨酸的荧光发射[18]。如图1所示,激发波长280 nm下,在338 nm处观察到BSA强烈的荧光发射,TNZ和LidHCl可以有效地猝灭BSA的荧光强度。观察发现,固定LidHCl浓度,随着TNZ浓度的增加,BSA的荧光强度逐渐降低,发射波长明显红移(15 nm)。这一现象清楚地表明,LidHCl和TNZ两种配体与BSA发生了相互作用,形成了BSA内源性荧光猝灭的基础。
荧光猝灭机制已被有效地用于理解配体与大分子间的结合模式[19]。分子相互作用导致的量子产率下降导致荧光猝灭,这可能是静态的、动态的或两者的组合[20-21]。通过研究药物与蛋白质之间复合物形成对温度的依赖性,可以区分猝灭的模式[22]。在静态猝灭中,Stern-Volmer猝灭常数KSV随着温度的升高而降低;对于动态猝灭,观察到的是相反的效果。在动态猝灭中,猝灭剂和荧光团之间会发生大碰撞,在较高的温度下,扩散系数增大,因此动态猝灭常数增大。而静态猝灭温度的升高可能会导致稳定性降低[21-24]。为了研究猝灭机制,在3个温度(299、309 K和319 K)下进行了温度依赖性荧光研究(稳态)。图2是根据Stern-Volmer方程[25][式(1)]得出的Stern-Volmer图。
F 0 / F = 1 + K q τ 0 [ Q ] = 1 + K S V [ Q ]
其中:在F0和F为在固定LidHCl的浓度下,不存在和存在各种浓度的猝灭剂TNZ时稳态荧光强度的变化;τ0为平均荧光寿命,s;Kq为猝灭速率常数,L/(mol·s);KSV为Stern-Volmer猝灭常数,L/mol;[Q]为猝灭剂TNZ的浓度,mmol/L。
图2表明只存在一种类型的猝灭,表1显示猝灭常数随着实验温度的升高而降低,这表明BSA与LidHCl和TNZ的猝灭机制是静态猝灭或在基态下形成特定的复合物。表1中Kq[1012 L/(mol·s)]比先前报道的动态猝灭的最高散射碰撞猝灭常数[2.0×1010 L/(mol·s)][27]高两个数量级,进一步揭示静态猝灭在LidHCl+TNZ+BSA相互作用中占主导地位,这与TNZ+BSA的猝灭机理相同[26]。
由于LidHCl和TNZ可以与BSA紧密结合,从而静态猝灭其固有的荧光,因此可以通过修正的Stern-Volmer方程[式(2)][21-25]来计算系统的结合常数(KLB,L/mol):
$\begin{pmatrix}F_0 & - & F\end{pmatrix}^{-1}=F_0^{-1}+\begin{pmatrix}K_\mathrm{LB}F_0\begin{bmatrix}Q\end{bmatrix}\end{pmatrix}^{-1}$
如表2所示,KLB值随温度升高而降低的趋势与KSV对温度的依赖性相同,再次证实了两种药物-血清体系静态荧光猝灭机制的存在[28]。室温时,KLB最大,表明低温结合更为紧密,高温结合更为松散。3个温度下的KLB值都在103数量级,说明LidHCl和TNZ与BSA的结合作用力较强。KLB(TNZ+BSA)[26]是KLB(LidHCl+TNZ+BSA)的2倍左右,表明LidHCl的加入降低了TNZ与BSA的相互作用力,这与上述Stern-Volmer方程的结果高度一致。
紫外分光光度法是一种高效且便捷的方法,常用于检测蛋白质的二级结构[29]。图3显示了添加LidHCl和TNZ后BSA的UV-Vis光谱。BSA在 314 nm处有特征吸收峰,是由蛋白质骨架和氨基酸残基产生[29]。同时,随着TNZ浓度从0增加到 243 μmol/L,以314 nm为中心的吸收峰强度逐渐降低,最大吸收峰的位置明显红移(约15 nm)。这表明LidHCl和TNZ可以与BSA形成基态复合物,导致BSA骨架结构无法维持其原始形态。此外,随着LidHCl和TNZ的加入,芳香族氨基酸残基的微环境也发生了轻微变化,具体内容将通过同步荧光进行研究。上述结论为LidHCl和TNZ对BSA的静态猝灭机制提供了理论依据,因为动态猝灭不会导致BSA吸收峰的移动[29]。

2.2 结合平衡分析

结合常数(KB)是评估蛋白质与配体之间相互作用的重要指标之一,它与药物-受体亲和力密切相关。通常,药物对受体的亲和力随着KB值的增加而增加,反之亦然。由于LidHCl+TNZ+BSA复合物是非荧光性的,假设BSA具有独立的结合位点,通过式(3)双对数方程来评估KB和结合位点数(n)[30]:
$\log[\begin{array}{c}(F_0-F)/F]=\log K_\mathrm{B}+n\log[Q]\end{array}$
其中:[Q]为药物的总浓度,mmol/L;F0和F分别为蛋白质溶液和药物-蛋白质混合物的荧光强度。
如图4和表3所示,以log(F0-F)/F为纵坐标,以log[Q]为横坐标绘制的曲线具有良好的相关性(相关系数R>0.999),并且在实验温度范围内的n值都接近1.3,这意味着LidHCl和TNZ与BSA之间的结合化学计量比为1∶1。随着温度的升高,KB值呈现降低的趋势,这表明高温降低了TNZ+BSA复合物的稳定性。此外,KB值的数量级为105(KB值在105~107 L/mol之间表示强结合;在102~104 L/mol之间表示低到中等的结合[31]),表明LidHCl和TNZ与BSA之间存在较强的相互结合作用。值得注意的是,在相应温度下,TNZ的KB值高于LidHCl+TNZ的,表明单一药物TNZ与BSA结合的亲和力更强;TNZ的结合数的平均值(1.4)虽然略大于LidHCl+TNZ的,但无论单一药物还是两种药物同时与BSA结合,都能形成1个结合位点。

2.3 热力学参数和协同性

表4为体系的热力学参数。焓ΔH和熵ΔS的数值分别为负数和正数,所以最可能的相互作用力是静电引力。此外,ΔH负值意味着LidHCl-TNZ与BSA为放热相互作用,吉布斯自由能ΔG负值表明相互作用是自发的。
Hill模型[式(4)]最初被用于描述配体与生物分子(如蛋白质)的结合,评估二者结合位点的数量以及它们之间的协同性[32-33]。在荧光研究中,它被用来描述静态猝灭,其中猝灭剂与荧光团之间的结合是永久性的(至少在激发态寿命的尺度上)。然后,将猝灭剂建模为永久附着在荧光团上的配体,使用nH参数来评估猝灭过程中的协同性。
$\lg\theta/(\theta_{\mathrm{m}}-\theta)=\lg K_{\mathrm{B}}+n_{\mathrm{H}}\lg[Q]$
式中:θ=(F0-F)/F0;1/θm为1/θ对1/[Q]作图的截距。
表4中3个温度下的nH值接近1表明,药物小分子配体与蛋白质分子的结合不依赖于其他小分子是否结合,随着温度的升高,nH值增大,即体系的结合从负协同作用逐渐转变为正协同作用。与TNZ+BSA体系相比,LidHCl+TNZ+BSA体系的nH值更高,表明LidHCl的加入增强了TNZ与BSA之间的结合能力,促进了它们之间的相互作用。

2.4 实验方法探究结合位置

BSA的主要结合位点位于子域ⅡA和ⅢA,分别被称为Sudlow的位点Ⅰ和位点Ⅱ[11]。为了明确LidHCl和TNZ与BSA结合的确切位置,以及揭示其在相互作用过程中色氨酸和酪氨酸残基的具体参与情况,本文借鉴了文献[12-14]的研究方法,即通过对比在280 nm和295 nm激发波长下体系的荧光比值(F/F0)来进行分析。如图5所示,280 nm激发下F/F0的数值相较于295 nm激发时更高。这一现象揭示了LidHCl和TNZ与BSA相互作用时,色氨酸和酪氨酸残基均发挥了作用,并且结合位点位于亚螺旋域ⅢA,即Sudlow的位点Ⅱ,与TNZ和BSA的结合位置相吻合[26]。

2.5 LidHCl和TNZ对蛋白构象的影响

同步荧光光谱法(SFS)作为一种先进的分析手段,能够精确地揭示小分子与蛋白质络合后,酪氨酸和色氨酸残基周边极性环境的变化[14,18]。该方法通过同步扫描激发与发射单色器,并维持二者间恒定的波长差(Δλ)来实现[20],其中酪氨酸与色氨酸的Δλ分别设定为15 nm和60 nm[21],以区分并监测这两种氨基酸残基的荧光特性。图6展示了采用SFS研究BSA与LidHCl及TNZ分子结合后,色氨酸与酪氨酸残基光谱变化的结果。在图6(a)中,针对色氨酸残基(Δλ=60 nm)未观察到显著的波长位移,而图6(b)则显示在酪氨酸残基(Δλ=15 nm)处出现了1 nm的红移,表明酪氨酸残基周围的微环境极性增加,变得更为亲水,说明LidHCl和TNZ分子更倾向于在BSA的酪氨酸残基附近结合,进而影响了BSA分子的整体疏水性。进一步分析显示,随着TNZ浓度的提升,图6(a)中色氨酸残基的荧光强度降低程度约是图6(b)中酪氨酸残基降低程度的两倍,这一差异强有力地表明TNZ和LidHCl与BSA的结合位点更趋近于酪氨酸残基[20-21]。这一现象与先前研究[26]相一致,即在添加TNZ的条件下,LidHCl对BSA构象的影响更为显著,再次证实了小分子药物与蛋白质相互作用的复杂性和特异性。

2.6 金属离子的影响

一些药物会与Mg2+、Fe3+等金属离子形成螯合物。这些螯合作用可能会导致药物的吸收和生物利用度降低,并改变药物的药代动力学特性[34]。螯合作用还可能降低药物的治疗效果,并导致形成不溶性复合物。例如,四环素与二价阳离子的螯合物可能会降低抗生素的效率[35]。为了避免这种相互作用,在治疗过程中,患者甚至被建议避免服用含镁或含铁的补充剂。因此,本研究分析了药物分子与通常作为膳食补充剂使用,但很少探究的Mg2+、Co2+、Fe3+、Ni2+和Cr3+对TNZ和LidHCl两种配体分子同时与血清蛋白相互作用的影响,结果见表5。实验发现,分子的螯合作用较强,结合常数有显著变化。配体与蛋白质之间的相互作用越强,结合常数越高,血浆中游离分子的数量越少。化合物的结合常数必须适当,以便在整个生物体内运输和分布,同时在到达目标组织时释放化合物。结合常数在103~106 L/mol范围内的值被认为是满足运输需求的。金属离子的添加对LidHCl+TNZ+BSA体系中的结合位点的数量影响较小,而结合常数的数值降低至原来的 24%~54%,特别是在Fe3+存在的情况下,最为明显。这种金属离子与白蛋白结合后形成的复合物可能会改变蛋白质的构象,进而影响药物分子的结合动力学。更严重的是,这种复合物甚至可能抑制药物与血清蛋白的结合,从而影响药物在体内的运输和药效发挥。

2.7 分子对接研究

现代分析蛋白质与配体相互作用的方法是分子建模。本研究采用AutoDock 4.2以探讨LidHCl和TNZ与BSA的结合模式及结合位置。在BSA蛋白上的结合位点(由Ⅰ、Ⅱ和Ⅲ 3个同源结构域组成:Ⅰ氨基酸残基1~183、Ⅱ184~376、Ⅲ 377~583,每个结构域包含A和B两个子域[8-11]),如图7所示。在BSA蛋白与LidHCl和TNZ的相互作用中,主要的配体结合位点是Sudlow位点Ⅰ(子域ⅡA)和Ⅱ(子域ⅢA)中的疏水空腔[9-11]。图8描述了适当的对接能量模型和BSA蛋白与LidHCl、TNZ的相互作用模式。表明配体结合位点位于Sudlow位点Ⅱ(子域ⅢA)。如图9所示,LidHCl主要结合在氨基酸GLU339和GLU443组成的空腔之中;TNZ结合在氨基酸ARG217、LYS221和LYS294组成的空腔之中。LidHCl的酰胺可以与GLU339的酰胺骨架形成氢键,键长1.86 Å;此外LidHCl的四级铵正电荷中心可以与GLU443的侧链羧基负电荷中心形成作用力较强的盐桥(静电相互作用),键长 2.95 Å。TNZ的O原子可以与ARG217、LYS221和LYS294形成一个氢键相互作用网络,其中与ARG217形成的氢键键长为2.28 Å、与LYS294形成的氢键键长为2.36 Å、与LYS221形成的2个氢键键长分别为2.71 Å和2.92 Å。此外TNZ的硝基负电荷中心可以与LYS294的侧链氨基正电荷中心形成作用力较强的盐桥(静电相互作用),键长 3.19 Å。LidHCl和TNZ主要依靠其上的电荷中心与周围带相反电荷的氨基酸形成静电相互作用,这一最终观察结果与荧光抑制曲线研究的成果相符。综上所述,对接结果表明,LidHCl和TNZ在亚域ⅢA结合口袋中,通过静作用力与BSA蛋白相互作用。结合过程导致复合物微环境的变化,从而导致了BSA的内源荧光猝灭。对接理论计算的结果与荧光光谱的研究结果一致。

3 结论

本研究采用多样化的光谱分析手段与计算技术,系统评估了LidHCl与TNZ联合作用下与BSA的结合特性。研究发现,Stern-Volmer猝灭常数KSV与温度之间呈现负相关,表明荧光猝灭过程主要由静态猝灭机制主导。进一步通过热力学参数分析,预测静电相互作用是驱动LidHCl+TNZ+BSA复合物形成的主要力量。UV-Vis光谱与SFS数据共同揭示了LidHCl与TNZ和BSA的相互作用显著改变了BSA的二级结构构象,结合位点更趋近于酪氨酸残基。特别是SFS研究强调了所研究药物对酪氨酸残基微观环境的显著影响。通过计算获得的结合常数KB与结合位点数n表明,这两种药物均可被BSA有效运输,且其结合位点定位于BSA的亚螺旋域ⅢA。值得注意的是,LidHCl与TNZ分子在结合过程中并未展现出明显的协同作用。此外,实验还发现特定金属离子(如Mg2+、Co2+、Fe3+、Ni2+、Cr3+)能够抑制LidHCl+TNZ+BSA复合物的形成。为深入探究药物与BSA的相互作用机制,采用了分子对接技术,其结果与实验数据高度吻合。综上所述,本研究不仅极大地拓宽了对TNZ与LidHCl两种药物与蛋白质相互作用机制的认识边界,还为评估药物的药理学效应、深入解析其生物转化途径以及准确预测体内分布模式提供了坚实的实验证据与强有力的理论支撑。

参考文献

原文顺序 | 出版日期 | 本文引用
[1]

Zheng K, Liu F, Xu X M, et al. Synthesis,structure and molecular docking studies of dicopper(Ⅱ) complexes bridged by N-phenolato-N'-[2-(dimethylamino)ethyl]oxamide:The influence of terminal ligands on cytotoxicity and reactivity towards DNA and protein BSA[J]. New Journal of Chemistry, 2014,38:2964-2978.
[2]

Jisha V S, Arun K T, Hariharan M, et al. Site-selective interactions:Squaraine dye-serum albumin complexes with enhanced fluorescence and triplet yields[J]. Journal of Physical Chemistry B, 2010,114:5912-5919.
[3]

Valstar A, Almgren M, Brown W, et al. The interaction of bovine serum albumin with surfactants studied by light scattering[J]. Langmuir, 2000, 16(3):922-927.
[4]

Castelletto V, Krysmann M, Kelarakis A, et al. Complex formation of bovine serum albumin with a poly (ethylene glycol) lipid conjugate complex formation of bovine serum albumin with a poly (ethylene glycol) lipid conjugate[J]. Biomacromolecules, 2007, 8(7):2244-2249.

[5]

Hu Y J, Yue H L, Li X L, et al. Molecular spectroscopic studies on the interaction of morin with bovine serum albumin[J]. Journal of Photochemistry and Photobiology B-biology, 2012,112:16-22.
[6]

De D, Santra K, Datta A, Prototropism of [2,2'-bipyridyl]-3,3'-diol in albumin SDS aggregates[J]. Journal of Physical Chemistry B, 2012, 116(37):11466-11472.
[7]

Li X, Wang G, Chen D, et al. Binding of ascorbic acid and α-tocopherol to bovine serum albumin:A comparative study[J]. Molecular Biosystems, 2014, 10(2):326-337.
[8]

Frostell-Karlsson Å, Remaeus A, Roos H, et al. Biosensor analysis of the interaction between immobilized human serum albumin and drug compounds for prediction of human serum albumin binding levels[J]. Journal of Medicinal Chemistry, 2000, 43(10):1986-1992.

[9]

He X M, Carter D C. Atomic structure and chemistry of human serum albumin[J]. Nature, 1992, 358(6383):209-215.
[10]

Moriyama Y, Ohta D, Hadiya K, et al. Fluorescence behavior of tryptophan residues of bovine and human serum albumins in ionic surfactant solutions:A comparative study of the two and one tryptophan(s) of bovine and human albumins[J]. Journal of Protein Chemistry, 1996,15:265-272.
[11]

Ege B, Calisir M, Al-Haideri Y, et al. Comparison of local anesthetic efficiency of tramadol hydrochloride and lidocaine hydrochloride[J]. Journal of Oral and Maxillofacial Surgery, 2018, 76(4):744-751.
[12]

Fung H B, Doan T L. Tinidazole:A nitroimidazole antiprotozoal agent[J]. Clinical Therapeutics, 2005, 27(12):1859-1884.
[13]

Srivastav A K, Gupta S K, Kumar U. A molecular simulation approach towards the development of universal nanocarriers by studying the pH-and electrostatic-driven changes in the dynamic structure of albumin[J]. RSC Advances, 2020,10:13451-13459.
[14]

Scognamiglio P L, Vicidomini C, Fontanella F, et al. Protein binding of benzofuran derivatives:A CD spectroscopic and in silico comparative study of the effects of 4-nitrophenyl functionalized benzofurans and benzodifurans on BSA protein structure[J]. Biomolecules, 2022,12:1-12.
[15]

Allouche A. Software news and updates Gabedit—A graphical user interface for computational chemistry softwares[J]. Journal of Computational Chemistry, 2012,32:174-182.
[16]

Hu Y J, Liu Y, Zhang L X, et al. Studies of interaction between colchicine and bovine serum albumin by fluorescence quenching method[J]. Journal of Molecular Structure, 2005,750:174-178.
[17]

Zhou B, Qi Z D, Xiao Q, et al. Interaction of loratadine with serum albumins studied by fluorescence quenching method[J]. Journal of Biochemical and Biophysical Methods, 2007,70:743-747.
[18]

Feizi-Dehnayebi M, Dehghanian E, Mansouri-Torshizi H. Probing the biomolecular (DNA/BSA) interaction by new Pd(Ⅱ) complex via in-depth experimental and computational perspectives:Synthesis,characterization,cytotoxicity,and DFT approach[J]. Journal of the Iranian Chemical Society, 2022,19:3155-3175.
[19]

Van De Weert M, Stella L. Fluorescence quenching and ligand binding:A critical discussion of a popular methodology[J]. Journal of Molecular Structure, 2011,998:144-150.
[20]

Eslami-Farsani R, Shareghi B, Farhadian S, et al. Experimental and theoretical investigations on the interaction of glucose molecules with myoglobin in the aqueous solution using theoretical and experimental methods[J]. Journal of Biomolecular Structure & Dynamics, 2021,39:6384-6395.
[21]

Asgharzadeh S, Shareghi B, Farhadian S. Experimental and theoretical investigations on the interaction of L-methionine molecules with α-chymotrypsin in the aqueous solution using various methods[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2019,131:548-556.
[22]

Tian Z, Zang F, Luo W, et al. Spectroscopic study on the interaction between mononaphthalimide spermidine (MINS) and bovine serum albumin (BSA)[J]. Journal of Photochemistry and Photobiology B-Biology, 2015,142:103-109.
[23]

Jash C, Basu P, Payghan P V, et al. Chelerythrine-lysozyme interaction:Spectroscopic studies,thermodynamics and molecular modeling exploration[J]. Physical Chemistry Chemical Physics, 2015,17:16630-16645.
[24]

Moradi S, Shareghi B, Saboury A A, et al. Investigation on the interaction of acid phosphatase with putrescine using docking,simulations methods and multispectroscopic techniques[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2020,150:90-101.
[25]

Kandagal P B, Ashoka S, Seetharamappa J, et al. Study of the interaction of an anticancer drug with human and bovine serum albumin:Spectroscopic approach[J]. Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis, 2006,41:393-399.
[26]

刘里, 成飞翔, 王开燕. 光谱法研究替硝唑与牛血清白蛋白的相互作用[J]. 湖南师范大学自然科学学报, 2016, 39(6):55-60.
[27]

Hu Z Y, Wang W J, Hu L, et al. Comprehending the intermolecular interaction of dacomitinib with bovine serum albumin:Experimental and theoretical approaches[J]. Journal of Biomolecular Structure and Dynamics, 2024, 42(7):3579-3592.
[28]

Zhu R, Liang Y, Luo H, et al. Investigations of interaction mechanism and conformational variation of serum albumin affected by artemisinin and dihydroartemisinin[J]. Journal of Molecular Recognition, 2023, 36(1):e3000.
[29]

Zargar S, Wani T A. Exploring the binding mechanism and adverse toxic effects of persistent organic pollutant (dicofol) to human serum albumin:A biophysical,biochemical and computational approach[J]. Chemico-Biological Interactions, 2021,350:109707.
[30]

Kou S B, Lin Z Y, Wang B L, et al. Evaluation of the binding behavior of olmutinib (HM61713) with model transport protein:Insights from spectroscopic and molecular docking studies[J]. Journal of Molecular Structure, 2021,1224:29024.
[31]

Zhang R J, Kou S B, Hu L, et al. Exploring binding interaction of baricitinib with bovine serum albumin (BSA):Multi-spectroscopic approaches combined with theoretical calculation[J]. Journal of Molecular Liquids, 2022,354:118831.
[32]

Goutelle S, Maurin M, Rougier F, et al. The Hill equation:A review of its capabilities in pharmacological modelling[J]. Fundamental & Clinical Pharmacology, 2008,22:633-648.
[33]

Vasti C, Marengo-Viada C, Giacomelli C E, et al. Fluorescence study of the interaction between albumin and layered double hydroxides[J]. Chemico-Biological Interactions, 2024,394:110974.
[34]

Seedher N, Agarwal P. Effect of metal ions on some pharmacologically relevant interactions involving fluoroquinolone antibiotics[J]. Drug Metabolism and Personalized Therapy, 2010, 25(1/4):17-24.
[35]

Guerra W, Silva-Caldeira P P, Terenzi H, et al. Impact of metal coordination on the antibiotic and non-antibiotic activities of tetracycline-based drugs[J]. Coordination Chemistry Reviews, 2016, 327:188-199.

基金资助

国家自然科学基金青年科学基金项目(21804079)

曲靖市科学技术局·曲靖师范学院科技创新联合专项(KJLH2024YB04)

曲靖师范学院天然药用功能分子发现及生物转化创新团队

云南省科技厅科技人才与平台计划项目(202305AF150088)

云南省科技厅科技人才与平台计划项目(202405AF140016)

AI Summary AI Mindmap
PDF (3064KB)

310

访问

0

被引

导航
相关文章

AI思维导图

/

〈 〉

京ICP备09035943号-37
版权所有 ©《现代化工》编辑部
地址：北京市朝阳区安定路33号化信大厦B座206　邮政编码：100029
编辑部电话：010-64444090　E-mail:mci@cncic.cn
技术支持：北京玛格泰克科技发展有限公司